CAR-T疗法自2012年首次成功应用以来，已为数万名患者提供了治疗机会，其中大部分患者实现了临床获益，有的患者能够长期生存甚至临床治愈。CAR-T疗法显著改善了血液恶性肿瘤患者的生存质量，并在实体瘤领域展现了强劲的治疗潜力。但传统的CAR-T疗法存在生产方法复杂、生产成本高昂以及细胞因子释放综合征和致瘤性等风险，这些因素严重阻碍了CAR-T疗法惠及更广泛的患者群。

mRNA是一种可以在细胞中快速表达功能性蛋白而无需基因整合的潜在治疗制剂，但目前的mRNA递送载体（如脂质纳米颗粒）存在T细胞摄取能力差和内体逃逸效率低的问题。因此，迫切需要开发一种能够在体内特异性和高效地将mRNA递送到T细胞中的新型递送载体。

人类免疫缺陷病毒（human immunodeficiency virus, HIV）是一种由包膜、衣壳和RNA组成的RNA病毒，能够特异性感染人类CD4+T细胞。HIV的包膜糖蛋白gp160能够识别T细胞上的CD4分子，从而促进病毒包膜与T细胞膜的融合，使得由衣壳蛋白装载的基因组RNA能够被直接递送至T细胞的细胞质中，从而绕过了内吞途径。此外，有研究表明，一种突变的gp160能够靶向CD4+和CD8+T细胞，扩展了对不同T细胞亚群的靶向潜力。因此，HIV作为一种具有独特递送方式的天然的RNA药物载体，通过细胞靶向膜融合机制，能够特异且高效地将RNA递送至T细胞中。

2025年3月11日，华南理工大学王均教授和许从飞副教授团队在Cell Biomaterials上发表了题为“Leveraging T cell-specific fusogenicity of HIV for in vivo mRNA delivery to produce human CAR-T cells”的研究论文。该研究通过模拟HIV的膜融合机制，开发了一种T细胞特异性膜融合病毒样颗粒（T-FVLPmCAR），能够高效地将CAR mRNA递送到T细胞中，在体内直接生成CAR-T细胞。小鼠模型实验显示，T-FVLPmCAR能够在体内生成足够的CAR-T细胞并有效治疗B细胞淋巴瘤，且不会引发细胞因子释放综合征及神经毒性等副作用，从而为CAR-T疗法提供了一种可扩展的、更安全的替代方案。

一、T-FVLP的设计与表征
为了开发一种能够特异性与T细胞膜融合的病毒样颗粒（T-FVLP），研究者对293TB2M－/－细胞和编码突变型gp160包膜糖蛋白及Peg10衣壳蛋白的质粒共转染，成功制备了T-FVLP。透射电子显微镜图像显示，T-FVLP为直径97.2 nm的球形颗粒，具有良好的单分散性（图1B, C）。通过纳米流式检测仪（Flow NanoAnalyzer）测定T-FVLP的颗粒数量，结果表明每1×107个293TB2M－/－细胞可以产生1.5×109个T-FVLP颗粒。Western blot分析进一步确认了T-FVLP具有突变型gp160和Peg10蛋白成分（图1D）。为了验证T-FVLP与T细胞膜的融合能力，研究者将标记了DiD染料的T-FVLP与人类外周血单个核细胞（PBMCs）共孵育，经流式细胞术分析发现，T-FVLP能够特异性地与T细胞膜融合，使34.6%的CD3＋T细胞表现出DiD的阳性信号，显著高于野生型gp160组成的VLP对照组（2.7%）（图1E-K）。此外，如果在T-FVLP与T细胞孵育时加入gp160抑制剂enfuvirtide，融合效率显著降低，证实了突变型gp160在T-FVLP与T细胞膜融合中的关键作用（图1L, M）。上述结果表明，本研究成功构建了能够特异性地与CD4+和CD8+T细胞膜融合的T-FVLP，为后续的CAR mRNA递送和CAR-T细胞生成提供了高效的载体。

图1. T-FVLP的构建与表征

二、体外验证T-FVLPmCAR的递送效率
通过将293TB2M－/－细胞与编码突变型gp160包膜糖蛋白、Peg10衣壳蛋白和αhCD19 mRNA共转染制备T-FVLPmCAR。研究者随后利用纳米流式检测仪在单颗粒水平检测CAR mRNA的装载效率。结果显示，几乎所有T-FVLPmCAR颗粒都装载了CAR mRNA（图2B），每个颗粒可装载高达9.5 ng的CAR mRNA。这表明T-FVLPmCAR具有高效装载mRNA的能力。

随后，研究者将T-FVLPmCAR与T细胞共孵育，结果显示，25.6%的CD3＋T细胞成功表达了CAR蛋白（图2C），这表明T-FVLPmCAR能够将CAR mRNA高效地递送到T细胞中，并在细胞内成功翻译为功能性CAR蛋白。进一步的功能验证显示，这些CAR-T细胞对CD19＋肿瘤细胞具有显著的特异性杀伤能力（图2H-K）。此外，CAR-T细胞的生成具有瞬时性，CAR表达在48小时后显著下降（图2F-J）。这种瞬时性有助于降低细胞因子释放综合征（cytokine release syndrome, CRS）的风险。

综上所述，T-FVLPmCAR能够在体外高效地将CAR mRNA递送到T细胞中，并生成具有抗原特异性细胞毒性的CAR-T细胞。

图2. T-FVLPmCAR通过T细胞特异性膜融合产生αhCD19 CAR-T细胞

三、体内原位生成CAR-T细胞
为了进一步验证T-FVLPmCAR是否能够在体内将CAR mRNA高效地递送到T细胞中，并在体内原位生成CAR-T细胞。研究者通过尾静脉注射DiD标记的T-FVLP和T-FVLPmCAR到免疫人源化NCG小鼠体内，流式细胞术结果显示，T-FVLP能够特异性地与循环T细胞发生膜融合，使5.5%的CD3＋T细胞表现出DiD阳性信号，而B细胞和髓系细胞中几乎未检测到融合信号（图3A-F），这表明T-FVLP在体内具有高度的T细胞靶向性。进一步实验表明，T-FVLPmCAR能够将3.2%的循环T细胞转化为αhCD19 CAR-T细胞，且在非T细胞中未检测到CAR表达（图3G-L），证实了T-FVLPmCAR在体内生成CAR-T细胞的特异性和高效性。

图3. 通过T-FVLPmCAR在体内构建αhCD19 CAR-T细胞

四、肿瘤治疗疗效和安全性
在免疫人源化NCG小鼠模型中，研究者评估了T-FVLPmCAR对Raji-Luc B细胞淋巴瘤的治疗效果和安全性。小鼠被植入Raji-Luc B细胞淋巴瘤后接受T-FVLPmCAR治疗。结果显示，T-FVLPmCAR显著抑制了肿瘤生长，肿瘤抑制率高达83.5%~99.0%，且在高剂量下部分小鼠实现了肿瘤完全消退（图4B-E）。

在安全性方面，治疗后小鼠血清中炎症细胞因子水平未显著升高，体重无明显变化，表明治疗未引起明显的全身性炎症反应或对小鼠整体健康产生负面影响。此外，通过组织病理学分析，研究者未在小鼠的主要器官（如心、肝、肺、肾和脑）中发现明显的组织损伤或神经毒性（图4F-L），这些结果表明，T-FVLPmCAR不仅在治疗B细胞淋巴瘤方面表现出显著的疗效，还具有良好的生物相容性和安全性。

图4. T-FVLPmCAR治疗B细胞淋巴瘤且不引发明显副作用

总结
本研究巧妙地模拟HIV的膜融合机制，成功开发出T-FVLPmCAR——一种能精准向T细胞递送CAR mRNA的创新载体。这种策略不仅提升了CAR mRNA的递送效率，在体内高效生成CAR-T细胞，并有效地抑制了B细胞淋巴瘤的生长，同时避免了传统CAR-T疗法的常见副作用。该成果为CAR-T疗法开辟了一种更安全、高效的体内生产方法，有很大希望可拓展其临床应用范围，为癌症治疗带来新的曙光。

展望
纳米流式检测仪（NanoFCM）不仅可以在单颗粒水平分析T-FVLPmCAR粒径及其分布、颗粒浓度，同时可对VLP颗粒的常见的生化组分（核酸、包膜蛋白、结构蛋白等）进行单一组分鉴定和不同组分之间的共定位分析，实时优化工艺流程，提高产品的纯度和成品率。这种一机多能的表征方案，不仅可助力CAR-T产业降本增效，更将在细胞与基因治疗领域的病毒表征中大放异彩，为行业的发展添砖加瓦。